La fotosíntesis es un proceso físico-químico mediante el cual las plantas, algas y/o bacterias metabolizan energía liberando oxígeno molecular y dióxido de carbono[1]. Para que este proceso se lleve a cabo es necesario contar con algunos elementos como son: luz solar, gas carbónico (CO2), clorofila y agua esencialmente[2] . En el caso de las plantas, la fotosíntesis consta de dos fases, la fase luminosa y la fase oscura, aunque actualmente están en desuso estos términos [1]. Actualmente lo más común es utilizar fase fotoquímica que conduce a la formación de ATP y NADPH gracias a la luz que reciben los cloroplastos captados por medio de la clorofila, descomponiendo el agua en Oxigeno e Hidrogeno, y fase bioquímica, donde el ATP y el NADPH producidos anteriormente son utilizados para fijar el CO2 atmosférico y reducirlo para la obtención de carbohidratos. [1]. .

Las plantas y diversos organismos realizan fotosíntesis, este proceso es regulado por la enzima RuBisCO, que permite la eficiencia del metabolismo de las plantas

Para la fijación de CO2 las plantas utilizan una ruta metabólica cíclica, llamada ruta de las pentosas o “Ciclo de Calvin”, que se representa en la figura 2 en honor a Melvin Calvin, Andrew Benson y James Bassham, quien lo descubrieron en 1949, . La cual está catalizada por la enzima RuBisCO[3], que tiene una función carboxilasa / oxigenasa[2], donde ambos son sustratos e inhibidores competitivos.  Durante este ciclo se pueden distinguir tres fases:

●      Fijación del CO2 o Carboxilación.

●      Reducción a carbohidratos.

●      Regeneración de la ribulosa 1,5-bifosfato (RubP).

En la primera fase, la fijación de CO2 ocurre sobre una molécula de RubP dando lugar a dos moléculas de fosfoglicerato (PGA), esta reacción es mediada por la ribulosa 1,5 - bifosfato carboxilasa también conocida como RuBisCO[4].

Para la segunda fase el PGA será reducido a gliceraldehido 3-P (G3P) utilizando el ATP y NADPH obtenidos de la fase fotoquímica. En la última fase mediante algunas isomerizaciones, condensaciones y reordenaciones el 3GP será transformado a pentosa cerrando el ciclo[4].

Existen cuatro formas de la enzima RuBisCO:

  • Forma I: El holoenzima es un hexadecámero compuesto por 8 subunidades grandes (L, de 51-58KDa, codificadas por el gen rbcL) y 8 subunidades pequeñas (S, de 12-18KDa) . Las subunidades grandes forman un núcleo organizado como un tetrámero de dímeros, alrededor de un eje de simetría C4, y las subunidades pequeñas se sitúan en ambos polos de dicho eje, 4 en cada lado. La molécula está atravesada por un canal acuoso, que coincide con el eje C4.
  • Forma II: Consiste en un solo dímero de subunidades grandes, semejante, a grandes rasgos, a los dímeros que componen el núcleo central de la forma I.
  • Forma III: El holoenzima está compuesto únicamente por subunidades grandes que se disponen en un decámero con simetría pentamérica  donde las interfases entre dímeros son muy diferentes a las de la forma I.
  • Forma IV: Es un término que se reserva a proteínas de secuencia homóloga a la RuBisCO, no se conoce la estructura de ninguna de estas proteínas. [5]

La forma de RuBisCO más común en diversos organismos fotosintéticos es la tipo I, por eso se le considera importante ya que aporta datos sobre el plegamiento de las subunidades grandes y pequeñas que conforman la enzima[5]. En el plegamiento de la subunidad grande se distinguen dos dominios diferenciados, un dominio N-terminal (residuos 1-150), que consiste en una hoja β-antiparalela de 4 tramos y un dominio C-terminal (residuos 151-475) que contiene un barril (α/β) como motivo principal.[5]

Los primeros residuos del extremo N-terminal del residuo 5-10 aproximadamente se encuentran muy desordenados y no se les puede asignar una posición determinada[6].

La región que comprende los residuos 86-96, es la que  interacciona con la RuBisCO activasa, es relativamente flexible, y tiene una conformación diferente según la especie del organismo a la que pertenece Los residuos de esta zona confieren la especificidad de la interacción entre RuBisCO y RuBisCO activasa observada en  la planta de la familia solanáceas[7].

El centro activo se localiza en la interfase entre el barril (α/β) de una subunidad y el dominio N-terminal de otra subunidad del mismo dímero L2 [6].

Una manera de detectar las diferencias en el sitio activo durante el ciclo catalítico es gracias a la comparación de los datos estructurales de la enzima no carbamilado y carbamilado.

El proceso  de activación mediante el  Mg2+  induce sólo pequeños cambios conformacionales, la unión de ligandos bisfosforilados, promueve la transición a un estado abierto a uno cerrado en la RuBisCO activa como inactiva, esto implica el reordenamiento de  4 lazos del dominio N-terminal de la subunidad grande, finalmente, es importante mencionar que  la RuBisCO activada recupera su conformación abierta, lo que permite la liberación del producto de la reacción de carboxilación. [6]

Por otro lado las subunidades pequeñas tienen más variedad que las grandes en cuanto a secuencia y plegamiento en cada grupo (algas, plantas superiores, bacterias fotosinteticas y cianobacterias), como se observa en la figura 5, mientras que las subunidades grandes son más homogéneas.  La parte central de la subunidad pequeña se pliega en una hoja β-antiparalela de 4 tramos, cubierta por dos α-hélice. Estos motivos son comunes en la estructura de todas las especies estudiadas hasta ahora. En la figura 4 se muestra el plegamiento de una subunidad pequeña[6].

En una parte de ensamblaje de estas subunidades pequeña en la hoja  β, donde interacciona con tres subunidades grandes y con dos subunidades pequeñas vecinas, es la zona  donde se encuentran  más diferencias estructurales  entre grupos en la RuBisCO  al compararlas. Los procariotas y las algas no verdes contienen 10 residuos, mientras que  las plantas superiores tienen 22  y en las algas verdes, el lazo se expande hasta llegar a 28 residuos. Por otro lado, las subunidades pequeñas de todas las algas no verdes, los dinoflagelados y algunos procariotas tienen un extremo carboxiterminal más largo, que forma dos hojas β adicionales[6].

Existen dudas respecto a las funciones de las subunidades pequeñas, ya que el sitio catalítico y la zona de unión a la RuBisCO activasa pertenecen a las subunidades grandes, pero las subunidades pequeñas cumplen una función estructural, en el ensamblaje y estabilidad del holoenzima, e indirectamente en la actividad, afectando a la velocidad de carboxilación[8].

El centro activo de la RuBisCO se encuentra localizado en la interfase entre dos subunidades grandes del mismo dímero, el sitio activo debe experimentar un proceso de activación mediante la formación de un carbamato por reacción de una molécula de CO2 con el grupo ε-amino de laLys 201.

El CO2 activador es diferente del CO2 que sirve de sustrato a la reacción y permanece unido al enzima durante múltiples ciclos catalíticos. El sitio activo se completa con  Mg2+. La enzima puede acomodar otros cationes divalentes como Fe2+, Mn2+, Cu2+ o Ca2+ pero la sustitución del Mg2+ por cualquiera de ellos se hace a costa de una disminución en la eficiencia de fijación de CO2 a favor de la reacción con el O2 (fotorespiracion). La RuBisCO activasa es una enzima auxiliar que se encuentra en todas las plantas superiores y en algas, donde es codificada por el genoma nuclear, funciona como una chaperona, cambiando la conformación de la RuBisCO, mediante la hidrólisis de ATP, permitiendo así el proceso de activación.[7] Los procesos antes descritos conforman la actividad enzimática de RuBisCO.

Existen diferentes alteraciones de RuBisCO: En oscuridad, la activasa está fuertemente inhibida por ADP y la RuBisCO permanece inactiva, en presencia de luz, la activasa se activa por el incremento en los niveles de ATP favoreciendo la activación de la RuBisCO.

El recambio de la RuBisCO en plantas superiores depende del estado fisiológico y de desarrollo. Durante el crecimiento de los tejidos fotosintéticos, la enzima se acumula progresivamente debido a una síntesis continua y la degradación es prácticamente inexistente, cuando se completa la expansión de los órganos es cuando se alcanza la máxima concentración.  Sin embargo, durante la senescencia, la síntesis se detiene y la RuBisCO se degradada de forma rápida y específica, lo que favorece la movilización de nitrógeno hacia tejidos de reserva y órganos en crecimiento. Provocando la rápida degradación de RuBisCO.  Otra causa de alteración de la RuBisCO es el  estrés ambiental que induce  un catabolismo generalizado, similar al que ocurre durante la senescencia natural, favoreciendo la degradación selectiva de la RuBisCO en fases tempranas del proceso, cuando éste todavía es reversible.[9]

Fuera de las causas naturales (senecencia) y condiciones ambientales la enzima RuBisCO sufre una serie de alteraciones (1) la oxidación de diversos residuos,(2) la polimerización en forma de agregados de alto peso molecular y (3) la asociación a la fracción membranosa, que parecen conducirla, de forma regulada, hacia la degradación final. En condiciones de estrés intenso, la concentración de especies activas de oxígeno aumenta, y supera las capacidades de los sistemas antioxidantes del cloroplasto, aun a pesar de que la célula responde ante muchos tipos de estrés incrementando la expresión de estos sistemas de defensa. Los radicales hidroxilo  son especialmente reactivos y conducen a daños oxidativos iniciando la peroxidación de lípidos de las membranas  y la oxidación de proteínas.[10]

En condiciones de luz muy intensa se detiene la traducción de la RuBisCO, lo que provoca  aumento en los niveles intracelulares de especies activas de oxígeno y de la relación de glutatión oxidado reducido. Se ha propuesto que en estas condiciones la RuBisCO en su forma oxidada es capaz de unirse a la región 5´ de su propio mensajero deteniendo su traducción[7].

Por último se ha observado que el nivel de fósforo inorgánico (Pi) en las hojas puede regular la fotosíntesis y la fijación del carbono. Se piensa que la concentración de Pi de la hoja influye en la velocidad fotosintética por medio del funcionamiento del translocador de Pi, un antiportador situado en la membrana interna de la envoltura del cloroplasto. El translocador de Pi permite el transporte de triosa fosfato del estroma al citosol en un intercambio estequiométrico.[11]

Referencias

  1. 1,0 1,1 1,2 Pérez E.  Carril, 2009, Fotosíntesis: Aspectos Básicos, Reduca (Biología). Serie Fisiología Vegetal. 2 (3): 1-47,. ISSN: 1989-3620 1 Facultad de Ciencias Biológicas. Universidad Complutense de Madrid.
  2. 2,0 2,1  Ocampo Fernandez Natalia, 2014, Fotosíntesis, Sistema de universidad Virtual, Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo
  3. Steven J. Crafts-Brandner, Michael E. Salvucci .2000. RuBisCO activase constrains the photosynthetic potential of leaves at high temperature and CO2.
  4. 4,0 4,1 Aitor Alonso Nieto, 2008, Mecanismos de aclimatación de la asimilación fotosintética de carbono a los aumentos de CO2 y temperatura del aire en el trigo.
  5. 5,0 5,1 5,2 Andrews, T. J. y Lorimer, G. H. 1987 RuBisCO: Structure, mechanisms and prospects for improvement. En The Biochemistry of Plants, Vol. 10 (Hatch, M. D. and Boardman, N. K., Eds.) pp 131-218, Academic Press, San Diego
  6. 6,0 6,1 6,2 6,3 6,4 Taylor, T. C., Backlund, A., Bjorhall, K., Spreitzer, R. J., y Andersson, I.(2001) First crystal structure of RuBisCO from a green alga, Chlamydomonas reinhardtii. J.Biol.Chem. 276: 48159-48164.
  7. 7,0 7,1 7,2 Marin J. 2004, Contribución de residuos conservados de cisteína a la regulación redox del catabolismo de la RuBisCO. Universidad de Valencia.
  8. Rodermel, S.(1999) Subunit control of RuBisCO biosynthesis - a relic of an endosymbiotic past Photosynth.Res. 59
  9. Spreitzer, R. J. y Salvucci, M. E.(2002) RuBisCO: structure, regulatory interactions, and possibilities for a better enzyme. Annu.Rev.Plant Biol. 53: 449-475.
  10.   Roulin, S. y Feller, U.(1998) Light-independent degradation of stromal proteins in intact chloroplasts isolated from Pisum sativum L. leaves: requirement for divalent cations. Planta 205
  11. Madhusudana Rao and Norman Terry, 1989, Leaf Phosphate Status, Photosynthesis, and Carbon Partitioning in Sugar Beet. Changes in Growth, Gas Exchange, and Calvin Cycle Enzymes, Department of Plant and Soil Biology, University of California, Berkeley, California